[ Ana Sayfa | Editörler | Danışma Kurulu | Dergi Hakkında | İçindekiler | Arşiv | Yayın Arama | Yazarlara Bilgi | E-Posta ]
Fırat Tıp Dergisi
2018, Cilt 23, Sayı 2, Sayfa(lar) 058-067
[ Özet ] [ PDF ] [ Benzer Makaleler ] [ Yazara E-Posta ] [ Editöre E-Posta ]
EF24’ün Dosetaksel ile Sıralı Uygulanmasının Metastatik Meme Kanser Hücre Hattına Etkisi
Atiye Seda YAR SAĞLAM1, Zübeyir ELMAZOĞLU2, Handan KAYHAN3, Hacer İlke ÖNEN1, Akın YILMAZ4, Emine Sevda MENEVŞE1
1Gazi Üniversitesi Tıp Fakültesi, Tıbbi Biyoloji ve Genetik Anabilim Dalı, Ankara, Türkiye
2Gazi Üniversitesi Tıp Fakültesi, Tıbbi Farmakoloji Anabilim Dalı, Ankara, Türkiye
3Gazi Üniversitesi Tıp Fakültesi, İç Hastalıkları Anabilim Dalı, Hematoloji Bilim Dalı, Ankara, Türkiye
4Hitit Üniversitesi Tıp Fakültesi, Tıbbi Biyoloji Anabilim Dalı, Çorum, Türkiye
Anahtar Kelimeler: Dosetaksel, EF24, Metastatik Meme Kanseri Hücre Hattı, MCF-7, Apoptoz, Docetaxel, EF24, Metastatic Breast Cancer Cell Line, MCF-7, Apoptosis
Özet
Amaç: Taksan sınıfı antineoplastik bir ajan olan dosetaksel, son yılların en önemli kemoterapötik ajanlarından biridir. Günümüzde, meme kanseri tedavisi için klasik kemoterapi ajanlarının yeni moleküller ile birlikte kullanılması sonucu daha etkili tedavi seçenekleri belirlenmeye çalışılmaktadır. Bu moleküllerin bir tanesi de sentetik kurkumin analoğu olan EF24’tür. Çalışmamızda, dosetaksel’in tek başına ve EF24 ön koşullamasının ardından dosetaksel uygulamasının, meme kanseri MCF-7 hücrelerindeki hücre çoğalması ve apoptoz üzerindeki etkilerinin belirlenmesi amaçlanmıştır.

Gereç ve Yöntem: EF24 ve dosetaksel’in hücre canlılığı ve sitotoksik etki/etkilerini belirlemek amacıyla sırasıyla 3-(4,5-dimetiltiazol-2-yl)-2,5-difeniltettrazoliyum bromür (MTT) ve laktat dehidrojenaz (LDH) testleri uygulandı. Hücre canlılığı ve sitotoksisite testinin sonucunda seçilen uygun dozlar hücrelere uygulandıktan sonra akım sitometri yöntemi ile hücre ölüm analizi yapıldı. Bunun yanı sıra kantitatif gerçek zamanlı polimeraz zincir reaksiyonu analizi (qRT-PCR) ile cMYC ve cFOS genlerinin mRNA düzeyindeki ifadeleri belirlendi.

Bulgular: MCF-7 hücrelerine EF24 ön uygulamasının ardından dosetaksel uygulamasının, dosetakselin tek başına uygulanmasına kıyasla hücre canlılığını anlamlı ölçüde düşürdüğü belirlendi. Apoptotik ve nekrotik hücre oranları akım sitometri yöntemi ile belirlendi. Buna ilaveten, EF24 ön koşullamasının, tek başına dosetaksel uygulamasına kıyasla cMYC ve cFOS genlerinin mRNA düzeylerini anlamlı derecede azalttığı belirlendi.

Sonuç: MCF-7 hücrelerine EF24 ön uygulamasının, dosetaksel’in tek başına uygulamasına kıyasla hücreyi daha duyarlı hale getirmesi bu uygulamanın meme kanser tedavisinde kullanılabileceğini düşündürmektedir. Ancak ilacın meme kanser tedavisinde daha etkin kullanımı için deneysel in vitro ve in vivo modellere gereksinim duyulmaktadır.

  • Başa Dön
  • Özet
  • Giriş
  • Materyal ve Metot
  • Bulgular
  • Tartışma
  • Kaynaklar
  • Giriş
    Kadınlarda yaygın görülen meme kanseri, kanser nedenli ölümler arasında ikinci sırada yer almaktadır 1. Hastalığın yaygın olarak görülmesi ve farklı tümör sınıflarının mevcut olması nedeniyle, tedaviye yönelik araştırmalar halen güncelliğini korumakta ve giderek artmaktadır 2. Hastalığın tedavi protokolünde cerrahi müdahale, radyasyon tedavisi ve kemoterapi uygulanmaktadır. Kemoterapi, günümüzde meme kanseri tedavisinde uygulanan en yaygın ve etkili bir yöntemdir 3. Ancak, kemoterapi süresince, hastaların tedaviye cevap vermemesi veya tedavi sonrası kanserin tekrarlaması sıklıkla görülen bir durumdur. Meme kanseri semptom göstermeden metastaz yapabildiğinden, hastalığın tedavisinde ve önlenmesinde yeni alternatif ajanların araştırılmasına ihtiyaç duyulmaktadır 4-6). Kanser tedavisinde başarıya ulaşmak için genellikle birden fazla kanser karşıtı ilaç uygulanmaktadır. Ancak, sonradan kazanılan ya da tedavi öncesi kişide var olan ilaç dirençliliği, kanser kemoterpisinde başarıya ulaşmayı büyük ölçüde engellemektedir. Bu duruma “çoklu ilaç dirençliliği” (ÇİD) denilmektedir 7-10. Kemoterapiye karşı gelişen direnç pek çok kanser karşıtı ilacın hastalar üzerinde beklenen etkisini gösterememesine ve hastalığın ilerlemesine neden olmaktadır 5,7.

    Protoonkogenler, hücrelerin büyüme, çoğalma, farklılaşma ve apoptozu kontrol eden pozitif düzenleyici genlerdir. Büyüme faktörleri ve reseptörleri, sinyal iletimini sağlayan proteinler, transkripsiyon faktörleri ve apoptoz düzenleyicileri protoonkogenlere örnek olarak verilebilir 11,12. cMyc ve cFos gibi transkripsiyon faktörleri de diğer protoonkogenler gibi herhangi bir nedenle mutasyona uğrarlarsa onkogenlere dönüşürler. Bu genlerde gerçekleşen değişiklikler sonucunda oluşan onkogenik yapılar, anormal hücre proliferasyonuna, apoptozun gerçekleşmemesi nedeniyle neoplastik hücre birikimine ve tümör gelişimine yol açar. Ayrıca, bu genlerin meme, kolon, akciğer ve burkitt lenfoma gibi kanserlerde sürekli ve/veya artmış ekspresyonu görülmektedir 11-13.

    Meme kanseri olgularında da gözlenen ÇİD, öncelikli olarak antrasiklin ve taksan grubu kemoterapötik ilaçların kombinasyonları kullanılarak giderilmeye çalışılsa da yetersiz kalınmıştır 14. Fakat, altın standart olarak nitelendirilen bu tedavi protokolünde, tekli taksan veya antrasiklin uygulanmasıyla oluşturulan tedavi rejimlerine kıyasla tedaviye cevap ve sağ kalım oranlarında artışın olduğu gözlenmiştir 15-17.

  • Başa Dön
  • Özet
  • Giriş
  • Materyal ve Metot
  • Bulgular
  • Tartışma
  • Kaynaklar
  • Materyal ve Metot
    Kimyasallar
    Deneysel preklinik çalışmamızda Dosetaksel (R&D Systems, ABD), EF24 (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, ABD), Roswell Park Memorial Institute (RPMI)-1640 besiyeri, L-Glutamin, fötal sığır serumu (FBS), penisilin-streptomisin ve dimetil sülfoksit (DMSO) (Gibco, Grand Island, NY, ABD), Cytotoxicity Detection Kit Plus, High Pure RNA Isolation Kit, Transcriptor First Strand cDNA Synthesis Kit ve LightCycler® 480 Probes Master (Roche Diagnostics GmbH, Mannheim, Almanya) ve CycleTEST Plus DNA Reagent Kit ile FITC Annexin V Apoptosis Detection Kit I (Becton Dickinson, ABD) satın alınmıştır. Kullanılan diğer kimyasallar Sigma-Aldrich’ten (St. Louis, MO, ABD) sağlanmıştır.

    Taksan grubu antineoplastik bir ajan olan dosetaksel, β-tübülin alt ünitelerine yüksek afinite ile bağlanarak, mitozun metafaz aşamasında mikrotübüllerin depolimerizasyonunu engelleyerek etkisini gösterir 18-20. Dosetaksel, metastatik meme kanserinde tek başına da kullanılabilen aktif maddelerden biri olma özelliğindedir. Dosetaksel ile yapılan çalışmalarda meme kanserinde % 50-68 oranında başarı sağlanmış olmasına rağmen, dosetaksel'in meme kanserindeki optimum dozu henüz saptanamamıştır. Hem in vitro, hem de in vivo çalışmalarda, hücre içine alımının hızlı olmasına bağlı olarak dosetakselin birçok hücre grubunda antineoplastik aktivite gösterdiği görülmüştür 20,21. Öte yandan güncel çalışmalar, meme kanseri tedavisinde altın standart olan taksanların farklı antineoplastik ajanlarla yapılan kombinasyonlarının, MDR-1 ve Pgp aracılı dışa atım mekanizmaları başta olmak üzere direnç mekanizmalarını uyardığı ve sağ kalıma aracılık eden gen ve proteinlerin transkripsiyon ve translasyonlarını artırarak apoptotik cevabın oluşmasını engellediği gösterilmiştir 22-25. Bu nedenle özellikle metastatik ve erken evre meme kanseri olgularında etkinliği kanıtlanmış olan taksanlar ile kombine edilerek kemo-duyarlılığı artıracak yeni ajanlara ihtiyaç duyulmaktadır 26-28.

    Sentetik kurkumin analoğu olan difenil difloroketon (EF24) molekülü ovaryum, kolon, prostat, meme, pankreas, mezotelyoma ve akciğer kanseri gibi farklı kanser hücre hatlarına tek başına ve/veya diğer kanser karşıtı ajanlar ile birlikte uygulandığı zaman kanser karşıtı aktiviteyi potansiyelize ettiği gösterilmiştir 29-37.

    Bu bilgiler doğrultusunda çalışmamızda taksan grubu antineoplastik b ajan olan dosetaksel bileşiği ile EF24’ün farklı konsantrasyonlarda tek başlarına veya sıralı uygulanmalarının, MCF-7 meme kanseri hücre hattında hücre canlılığı, sitotoksisite, apoptoz ve proliferasyon üzerindeki olası etki ve/veya etkilerinin araştırılması amaçlanmıştır.

    Hücre Kültürü
    Hücre kültürü çalışmalarında, MCF-7 (ATCC® No: HTB-22™-Human breast cancer) insan meme kanseri hücreleri kullanılmıştır. Hücreler standart kültür koşullarında ve %10 FBS, 2 μM L-glutamin ve 100U/ml penisilin/streptomisin içeren RPMI-1640 besiyeri içerisinde 37 °C sıcaklıkta ve %5 CO2 içeren inkübatörde (Hanau, Almanya) kültüre edilmiştir. Hücre kültür kabının %70-80’ini kapladığında %0.025 tripsin-EDTA çözeltisi ile kültür kaplarından pasaj veya ekim yapmak üzere ayrılması sağlanmıştır. Yeterli sayıya ulaşan hücreler, 96’lık kültür kaplarına, her bir kuyucukta 4x104 hücre olacak şekilde ekilmiştir. Çalışmada hiç bir ajan (EF24 ve dosetaksel) verilmeyen MCF-7 hücreleri kontrol grubu olarak kullanılmıştır. Buna ilaveten çalışmada çözücü kontrolü olarak % 0.1 DMSO kullanılmıştır. Hücreler, kademeli olarak Dosetaksel (0.1-50 μM) ve EF24 (0.25-50 μM) doz aralığında, tek tek ve/veya sıralı olarak birlikte 24 ve/veya 48 saat inkübe edilmiştir.

    Dosetaksel ve EF24 Konsantrasyonlarının Hazırlanması
    Dosetaksel ve EF24, %0.1'lik DMSO’da çözdürülerek stok solüsyon hazırlanmış ve bu stok solüsyonlar deney süresince -20 °C’de muhafaza edilmiştir. Dosetaksel (0.1-50 μM) ve EF24’ün (0.25-50 μM) değişen konsantrasyonları deneyde kullanılmak üzere, kullanımlarından hemen önce kültür besiyerinde seyreltilerek hazırlanmıştır. Deneyler birbirinden bağımsız 3 tekrar ve her grupta 6 örnek olacak şekilde çalışılmıştır.

    Hücre Canlılığı Analizi
    Dosetaksel ve EF24’ün tek başlarına ve sıralı uygulamanın hücre canlılığı üzerine olan etkilerinin değerlendirilmesi amacıyla MTT (3-(4,5-dimetiltiazol-2-il)-2,5-difenil tetrazolyum bromür) yöntemi kullanılmıştır 38,39. Kısaca, 96’lık kültür kaplarına, her bir kuyucukta 4x104 olacak şekilde ekilerek bir gece inkübasyona bırakılmıştır. Ardından, hücrelere artan dozlarda Dosetaksel ve EF24 tek tek ve/veya sıralı bir şekilde uygulanmıştır. Dosetaksel ve EF24’ün farklı konsantrasyonlarının uygulandığı kuyucukların inkübasyon süreleri sonunda, kuyucuklardaki 100 μl taze besiyeri ile değiştirilerek her bir kuyucuğa MTT çalışma solüsyonundan 10 μl/kuyucuk (5 mg/ml) olacak şekilde ilave edilmiştir. 4 saat 37 °C ve %5 CO2 içeren ortamda inkübasyon sonunda oluşan formazan kristalleri 100 μl DMSO ile çözülmüştür. Çözünen kristallerin absorbans değerleri 570 nm dalga boyunda ELISA mikroplaka okuyucuda (Spectramax M3 plate reader, Molecular Devices, Silicon Valley, California, ABD) okutulmuştur. Kontrol gruplarının absorbans değerlerinin ortalaması alınarak, bu değer %100 canlı hücre olarak kabul edilmiştir. Dosetaksel ve/veya EF24 uygulanan kuyucuklardan elde edilen absorbans değerleri, kontrol absorbans değerine oranlanarak, yüzde canlılık olarak belirlenmiş ve her ilaç için IC50 değeri hesaplanmıştır. Her deney 3 tekrarlı olarak çalışılmıştır.

    Besiyerine Salınan Laktat Dehidrojenaz (LDH) Tayini
    MCF-7 hücrelerinde EF24 ve dosetaksel’in etkilerine bakılmak üzere apoptotik/nekrotik hücrelerin geç fazında görülen plazma membran bütünlüğünün bozulması sonucunda besiyerine salınan LDH miktarının ölçülmesi amacıyla Cytotoxicity Detection kit plus (LDH) kiti kullanılarak aşağıdaki protokole göre ölçülmüştür 39. MCF-7 hücreleri 96’lık kültür kaplarına her bir kuyucuğa 4x104 hücre gelecek şekilde ekilmiştir. Dosetaksel ve/veya EF24’ün belirlenen dozlarının inkübasyon süreleri dolduktan sonra kültür ortamından 100 μl besiyeri alınıp 96’lık kültür kaplarına aktarılmıştır. Kuyulara kit içerisinde bulunan 100 μl taze hazırlanmış reaksiyon karışımı eklenerek, ışıktan uzak bir ortamda, oda sıcaklığında 30 dk bekletilmiş ve ardından mikroplaka okuyucu cihazı ile 490 nm dalga boyundaki absorbans değerleri okunmuştur. Deney protokolünde kullanılan kontroller: Kör kontrol: Besiyeri, Düşük kontrol: Besiyeri+Hücre, Yüksek kontrol: Triton X-100 solüsyonu+Besiyeri+Hücre. Elde edilen absorbans değerlerinden kör kontrolün absorbansı çıkartıldıktan sonra, ilaçların sitotoksisite değerinin yüzdesi aşağıdaki formül kullanılarak hesaplanmıştır. Sitotoksisite (%) = (örnek abs. – düşük kontrol abs. / yüksek kontrol abs. – düşük kontrol abs.) x 100Hücre Ölümü Analizi
    Hücre ölümünü test etmek amacıyla “FITC Annexin V Apoptosis Detection Kit I” (katalog no:556547) kullanılmıştır. Buna göre, hücreler PBS ile yıkandıktan sonra 100 μl 1x tampon çözelti içinde çözülmüştür. 1x105 hücre için 5 μl Annexin V ve 5 μl PI eklenmiş ve 15 dk. karanlıkta oda sıcaklığında bekletilmiştir. Yıkamadan 300 μl tampon çözelti eklenmiş ve akım sitometri (Beckton Dickinson, FACS Canto) cihazında analiz edilmiştir.

    RNA İzolasyonu ve Revers Transkriptaz PCR (RT-PCR) Yöntemi
    MCF-7 hücre hattından High Pure RNA Isolation Kiti (Roche, Almanya) kullanılarak RNA izolasyonu yapılmıştır. Elde edilen RNA’ların miktarları ve saflıkları spektrofotometrik olarak NanoDrop ND-1000 (Thermo Scientific, İngiltere) (260/280 nm) cihazında ölçülerek RT-PCR’da kullanılana kadar -80 °C derin dondurucuda saklanmıştır. Hedef genlere ait mRNA ifade düzeylerinin belirlenmesi amacıyla, hücre hattından elde edilmiş RNA örneklerinden 1 μg total RNA, Random hekzamer primerleri ve cDNA sentez kiti (Transcriptor First Strand cDNA Synthesis Kit, Roche, Almanya) kullanılarak komplementer DNA (cDNA) sentezi gerçekleştirilmiştir.

    Kantitatif Real Time PCR Yöntemi
    Gen ifade düzeyi çalışmaları kantitatif Real-time PCR (qRT-PCR) yöntemi ile Light Cycler-480TM (Roche, Almanya) cihazı kullanılarak belirlenmiştir. Amplifikasyonlar 10 μl toplam tepkime hacmi içerisinde, cDNA, bölgeye özgü primerler, UPL probu ve LC Probe Master mix kullanılarak gerçekleştirilmiştir, cMYC ve cFOS gen ifadelerini normalize etmek için, gliseraldehit-3-fosfat dehidrogenaz (GAPDH) geni referans olarak alınmış ve tüm cDNA örnekleri her bir gen için üçer tekrarlı çalışılmıştır. Seçilen genler ile ilgili özgün primer ve UPL prob listesi tablo 1’de verilmiştir. Reaksiyonda, 95 ºC'de 10 dakikalık denatürasyon, 50 ºC'de 10 saniye primer bağlanması ve 72 ºC'de 10 saniyelik zincir uzaması basamaklarını oluşturacak şekilde 45 döngüden oluşan PCR tepkimesi uygulanmıştır. Hedef genlerin ifade düzeyleri GAPDH housekeping geni referans alınarak REST 2009 (Relative expression software tool) yazılımı (Qiagen, Almanya) kullanılarak hesaplanmıştır.


    Büyütmek İçin Tıklayın
    Tablo 1: Gene özgü primer dizileri ve prob numaraları.

    İstatistiksel Analiz Yöntemleri
    Hücre canlılığı, LDH salınması, hücre döngüsü analiz sonuçları ve apoptotik/nekrotik hücre oranlarının istatistiksel açıdan değerlendirilmesi bağımsız Student's t-testi ile SigmaStat v3.5 programı kullanılarak gerçekleştirilmiştir. Tüm sonuçlar ortalama ± standart hata olarak verilerek, p<0.05, p<0.01 ve p<0.001 olan değerler istatistiksel olarak anlamlı kabul edilmiştir. cMYC ve cFOS mRNA ifade düzeylerindeki farklılıklar “Pair-wise Fixed Reallocation Randomization” istatistiksel analiz testi kullanılarak “REST (2009 V2.0.13)” programı ile karşılaştırılmıştır 40.

  • Başa Dön
  • Özet
  • Giriş
  • Materyal ve Metot
  • Bulgular
  • Tartışma
  • Kaynaklar
  • Bulgular
    EF24 ve Dosetaksel’in Hücre Canlılığı Üzerine Etkileri
    MCF-7 hücreleri EF24 ile 24 saat inkübe edildiğinde hücre canlılığının doza bağımlı bir şekilde azaldığı belirlendi. Uygulanan en düşük EF24 konsantrasyonu olan 0.25 μM’da hücre canlılığının %93 olduğu gözlendi (p =0.06). Buna karşın 0.5-1 μM (p <0.05), 2.5 μM (p <0.01) ve üzeri konsantrasyonlarda (5-50 μM) (p <0.001) hücre canlılık oranlarının kontrole göre istatistiksel açıdan anlamlı bir şekilde azaldığı belirlendi (Şekil 1a). MCF-7 hücrelerine 0.1-50 μM arası değişen dozlarda 24 saat süre ile dosetaksel uygulandığında, hücre canlılık oranlarında doza bağlı bir azalmanın olmadığı ve uygulanan tüm dosetaksel konsantrasyonları için canlılık değerlerinin yaklaşık %90 olduğu gözlendi (p <0.05) (Şekil 1b).


    Büyütmek İçin Tıklayın
    Şekil 1: MCF-7 hücrelerinin EF24 (a) ile Dosetaksel (b)’in 24 saat inkübasyonu sonunda belirlenen hücre canlılık oranları, *p <0.05; **p <0.01; ***p <0.001 vs. Kontrol grubu hücreler.

    EF24 ve Dosetakselin Sıralı Uygulamasının Hücre Canlılığı Üzerine Etkileri
    MCF-7 hücrelerinin EF24 ile 24 saat süren inkübasyonu sonucunda, kontrol grubuna kıyasla doza bağımlı bir şekilde görülen anlamlı düşüş ve dosetaksel’in artan dozlarında kontrol grubuna kıyasla hücre canlılığında belirgin bir farklılık görülmemesi nedeniyle, EF24’ün hücrelere daha kısa süreli uygulanmasının hücreleri dosetaksele duyarlı hale getirme potansiyeli araştırılmak istenmiştir.

    Bu doğrultuda, MCF-7 hücrelerine 8 saat süre ile EF24 uygulanmasının ardından EF24 ortamdan uzaklaştırılmış ve dosetaksel 16 saat süre ile uygulanmıştır. Bu amaçla 10, 20 ve 40 μM EF24 konsantrasyonları ile 1, 10, 20, 40 ve 50 μM dosetaksel konsantrasyonları hücre canlılık durumları dikkate alınarak sıralı uygulamadaki konsantrasyonlar belirlenmiştir.

    MCF-7 hücrelerine 8 saat süre ile tek başına EF24 uygulandığında, EF24’ün 10, 20 ve 40 μM dozlarında etkili olduğu ve hücre canlılığını azalttığı belirlenmiştir. Buna göre 10, 20 ve 40 μM konsantrasyonlarda EF24 uygulaması sonrasında hücre canlılığı sırasıyla %67.88 (p =0.009), %50.04 (p <0.001) ve %22.25 (p <0.001) olarak belirlenmiştir (Şekil 2a-c). Hücre canlılığı dosetaksel’in 16 saat tek başına 1, 10, 20, 40 ve 50 μM konsantrasyonlarda uygulanmasıyla, kontrol gruplarına kıyasla, sırasıyla %85.43 (p =0.032), %81,11 (p =0.021), % 78,87 (p =0.007), %77,32 (p = 0.005) ve %74,33 (p =0.003) olarak belirlenmiştir (Şekil 2a-c). 8 saat EF24 + 16 saat dosetaksel uygulanan gruplarda, dosetaksel’in 16 saat tek başına uygulandığı gruplara kıyasla, hücre canlılığının istatistiksel olarak anlamlı şekilde azaldığı gözlenmiştir (Şekil 2a-c). Bununla birlikte, EF24 ve dosetakselin sıralı uygulanması sonucunda elde edilen hücre canlılık değerlerinin, 16 saat dosetaksel uygulanan örneklere oranla daha düşük oranda bulunması, EF24 ön uygulamasının hücrelerin dosetaksele karşı olan duyarlılığını arttırdığını göstermektedir.


    Büyütmek İçin Tıklayın
    Şekil 2: MCF-7 hücrelerine EF24 ile 8 saat değişen konsantrasyonlarda [10 μM EF24 (a)], [20 μM EF24 (b)] ve [40 μM EF4 (c)] inkübasyonu sonrası 16 saat değişen konsantrasyonlarda (1, 10, 20, 40 ve 50 μM) Dosetaksel uygulanması sonunda belirlenen hücre canlılık oranları, *p <0.05; **p <0.01; ***p <0.001 vs. Kontrol grubu hücreler. ◊p <0.05; ◊◊p <0.01; ◊◊◊p <0.001 vs. Tek başına Dosetaksel uygulanan hücreler. DOC: Dosetaksel

    EF24 ve Dosetaksel’in Besiyerine Salınan LDH Miktarları
    Son yıllarda yapılan çeşitli çalışmalarda meme (MDA-MB-231), prostat (DU-145) ve osteosarkom (Saos2) hücrelerine uygulanan 10 μM EF24’ün hücreler üzerindeki apoptotik etkisinin kontrol gruplarına kıyasla anlamlı düzeyde arttığı gözlenmiştir (41, 42). Çalışmamızda hücre canlılığı ve besiyerine salınan LDH düzeyleri değerlendirildiğinde, EF24 için en uygun konsantrasyonun 10 μM olduğu belirlenmiş, seçilen konsantrasyonun literatür ile uyumlu olduğu göz önüne alınarak, takip eden tüm deneysel analizler bu konsantrasyon üzerinden devam etmiştir.

    MCF-7 hücrelerine 8 saat tek başına EF24’ün değişen konsantrasyonlarında (10, 20 ve 40 μM) uygulanmasının, besiyerine salınan LDH enzim miktarını kontrol hücrelerine kıyasla, doza bağımlı olarak arttırdığı belirlenmiştir. Dosetaksel’in tek başına 16 saat uygulanması ise araştırılan tüm konsantrasyon değerleri (1, 10, 20, 40 ve 50 μM) için %2.5'in altında LDH salınmasına neden olmuştur. Buna karşın, 8 saat EF24 ile 16 saat dosetaksel’in sıralı bir şekilde uygulanmasının dosetaksel’in tek başına uygulanmasına ve kontrol gruplarına kıyasla istatistiksel olarak anlamlı miktarda LDH enziminin salınmasına yol açtığı belirlenmiştir (Şekil 3).


    Büyütmek İçin Tıklayın
    Şekil 3: MCF-7 hücre dizilerinin 10 μM EF24 ile 8 saat uygulamasından sonra 16 saat değişen konsantrasyonlarda Dosetaksel’in inkübasyonu sonunda görülen besiyerine LDH salınımı. *p <0.05; **p <0.01; ***p <0.001 vs. Kontrol grubu hücreler; ◊p <0.05; ◊◊p <0.01; ◊◊◊p <0.001 vs. Tekli Dosetaksel uygulanmış hücreler. DOC: Dosetaksel; LDH: Laktat dehidrogenaz.

    EF24 ve Dosetaksel’in Apoptoz ve Nekroz Üzerine Etkisi
    EF24 ile dosetakselin sıralı uygulamalarında nekrotik etkinin yaklaşık %10 civarında olduğu belirlenmesine rağmen, bu değerlerin EF24’ün tek başına uygulanmasına oranla istatistiksel açıdan anlamlı bir fark oluşturmadığı bulundu (p >0.05) (Şekil 4).


    Büyütmek İçin Tıklayın
    Şekil 4: MCF-7 hücrelerine EF24’ün 8 saat uygulamasından sonra 16 saat değişen konsantrasyonlarda (1, 10, 20, 40 ve 50 μM) Dosetaksel’in inkübasyonu sonunda apoptoz ve nekrozun akım sitometrik olarak değerlendirilmesi. *p <0.05; **p <0.01; ***p <0.001 vs. Kontrol grubu hücreler. DOC: Dosetaksel.

    EF24 ve dosetaksel tek başına uygulandığında gözlenen apoptotik hücre oranının kontrol hücrelerine göre anlamlı bir farklılık oluşturmadığı ve apoptoz oranlarının %5.8 ve altında olduğu belirlendi (p >0.05). Buna karşın, sıralı uygulama sonrasında apoptoz oranlarının anlamlı derecede yükseldiği ve 10, 20 ve 40 μM dosetakselin kullanıldığı ardışık uygulamada apoptoz oranlarının sırasıyla %17.4 (p =0.004), %28.9 (p <0.001) ve %29.3 (p <0.001) olduğu görüldü (Şekil 4).

    EF24 ile dosetakselin sıralı bir şekilde uygulanması nekrotik hücre oranlarında istatistiksel açıdan anlamlı bir artışa neden olmazken, apoptotik hücre oranlarında anlamlı bir artışa neden olarak etkili bir hücre ölümüne yol açtığı anlaşılmıştır (Şekil 4).

    EF24 ve Dosetakselin cFOS ile cMYC mRNA İfade Edilmesine Etkileri
    EF24 tek başına uygulandığında, kontrol hücrelerine kıyasla cFOS ifadesini 2 kat, cMYC ifadesini ise 3.4 kat azalttığı gözlenmiştir (p <0.001). Benzer şekilde tek başına dosetaksel uygulamasının da cFOS ve cMYC mRNA ifade düzeylerinin de istatistiksel olarak anlamlı düzeyde azaldığı belirlenmiştir (p <0.001). Bunun yanı sıra, EF24 ile belirlenen dozlarda dosetaksel’in sıralı bir şekilde uygulanması ise cFOS mRNA ifade düzeyini 2.5-3 kat aralığında azaltırken, cMYC mRNA ifadesini ise 10 kattan daha fazla azalttığı gözlenmiştir (p <0.001) (Şekil 5).


    Büyütmek İçin Tıklayın
    Şekil 5: EF24 ve Dosetaksel’in değişen konsantrasyonlarda (10, 20 ve 40 μM) tek başlarına ve sıralı uygulamaları sonrasıarda cMYC ve cFOS genlerinin mRNA düzeylerindeki değişiklik. Hedef genin ifade düzeyleri GAPDH mRNA ifade düzeyi temel alınarak normalize edildi. *p <0.05; **p <0.01; ***p <0.001 vs. Kontrol grubu hücreler; ◊p <0.05; ◊◊p <0.01; ◊◊◊p <0.001 vs. Tekli Dosetaksel uygulanmış hücreler; #p <0.05; ##p <0.01; ###p <0.001 vs. Tekli EF24 uygulanmış hücreler. DOC: Dosetaksel.

    EF24 ve 10 μM dosetaksel ile EF24 ve 20 μM dosetaksel’in sıralı uygulamasının tek başına verilen EF24 grubuna kıyasla cFOS ifade düzeylerini sırasıyla 4 ve 4,5 kat azalttığı gözlenmiştir (p <0.001). Benzer şekilde, EF24 ile 10 μM dosetaksel ile EF24 ile 20 μM dosetaksel’in sıralı uygulamasının tek başına verilen EF24 grubuna kıyasla cMYC ifade düzeylerini sırasıyla 5.5 ve 6 kat azalttığı belirlenmiştir (p <0.001). Bunun yanı sıra, EF24 ile 10 μM dosetaksel’in sıralı uygulamasının tek başına verilen 10 μM dosetaksel grubuna kıyasla cFOS ve cMYC mRNA düzeylerinde azalma gözlenmesine rağmen istatistiksel olarak bir anlam görülmemiştir (p >0.05). Buna ilaveten, EF24 ile 20 μM dosetaksel’in sıralı uygulamasının tek başına verilen 20 μM dosetaksel grubuna kıyasla cFOS mRNA düzeylerinde istatistiksel olarak anlamlı bir azalış gözlenmemiş (p >0.05), ancak cMYC mRNA düzeyinin ise yaklaşık 2.3 kat azaldığı belirlenmiştir (p =0.006) (Şekil 5).

  • Başa Dön
  • Özet
  • Giriş
  • Materyal ve Metot
  • Bulgular
  • Tartışma
  • Kaynaklar
  • Tartışma
    Çoklu ilaçlarla kombinasyon terapisi, toksisiteyi azaltmak ve sinerjik etkiyi arttırmak için kanser tedavisinde yaygın olarak uygulanmaktadır 43-45. Bu amaç doğrultusunda çalışmamızda, kurkumin analoğu olan EF24 ile mikrotübüllerin oluşumunu stabilize ederek hücre çoğalmasını durduran dosetaksel’in tek başına ve sıralı uygulamalarının MCF-7 meme kanser hücreleri üzerindeki etkilerini inceledik.

    Taksan grubunda yer alan ve sistemik etkili bir ilaç olan dosetaksel özellikle meme, over, prostat, mesane, mide ve akciğer kanserinde yaygın olarak kullanılmaktadır 20,21,46-48. Bununla birlikte, yapılan in vitro çalışmalarda dosetakselin meme ve serviks kanseri hücrelerinde bifazik cevap oluşturduğu gösterilmiştir. Buna göre, düşük konsantrasyonlarda (nM) uygulanan dosetaksel meme kanseri hücrelerinde mitotik katastro-fu takip eden apoptoza neden olurken, yüksek konsant-rasyonlarda (μM) uygulandığında ise terminal mitotik duraklamaya ve ilerleyen maruziyete bağlı olarak nekroza neden olmaktadır 49,50. Wang ve ark. 51 tarafından MCF-7 hücrelerine 24 saat süreyle dosetaksel uygulanması sonucunda artan doza bağımlı olarak hücre canlılığının azaldığı gözlenmiş ve IC50 değerinin 80 nM olduğu belirlenmiştir. Yine aynı çalışmada apoptotik hücre oranında meydana gelen azalmanın mikromolar konsantrasyonlara çıkıldığında yavaşladığı da gösterilmiştir 51. Öte yandan çalışmamızda dosetaksel’in artan dozuna bağlı olarak hücre proliferasyonunda belirgin düşüşe neden olmadığı ve mikromolar dozlarda dahi hücre canlılığının %80 üzerinde olduğu belirlenmiştir. Bu durum Hernández-Vargas ve ark. 52 tarafından MCF-7 hücrelerine yüksek konsantras-yonlarda dosetaksel uygulanması ile gecikmiş mitotik duraksama ile açıklanmaktadır. Benzer şekilde Trebu-nova ve ark. 53 dosetaksel’in nanomolar konsantrasyonlardan mikromolar konsantrasyonlara kadar artan dozlarda MCF-7 hücrelerine uygulanmasını takiben direnç mekanizmalarının aktifleşerek yabanıl tip hücre-lerin iki katına çıkmaları için gereken sürede meydana gelen oransal artışın dosetakselin yüksek konsantrasyonlarında yavaşladığı bildirilmiştir.

    Ovaryum, prostat, kolon, meme, gastrik, pankreatik, mezotelyoma, küçük hücreli dışı akciğer kanseri ve hepatoselüler kanser gibi farklı hücre serileri ile yapılan ve EF24’ün tek başına veya farklı ajanlar ile birlikte uygulandığı çalışmalar bulunmaktadır 29-36,54,55. 10 μM EF-24, 24 saat sonunda MDA-MB-231 meme kanseri hücrelerinin proliferasyonunu %100, DU-145 prostat kanseri hücrelerinin çoğalmasını ise %70-80 oranında baskılamıştır 56. Çalışmamızda, EF24’ün tek başına 24 saat süre ile MCF-7 hücrelerine uygulanmasının, hücre canlılığını doza bağımlı olarak anlamlı bir şekilde düşürdüğü ve hücrelerin %50’sini öldüren letal konsantrasyonunun 15 μM olduğu belirledik. EF24, kombine uygulamalarda, birlikte kullanılan ajanların etkisini arttıran bir molekül olarak karşımıza çıkmaktadır 37,54,57. Bu çalışmalardan biri olan, Chen ve ark.’nın (54) yaptığı gastrik kanser modelinde in vitro ve in vivo olarak gerçekleştirilen bir araştırmada, EF24’ün tek başına ve rapamisin ile birlikte uygulanmasının ardından, kombinasyon tedavisinin hücreler üzerindeki doza ve zamana bağlı bir şekilde antiproliferatif ve apoptotik etkisininin olduğunu göstermişlerdir. EF24’ün rapamisinin kanser karşıtı özelliğini sinerjik bir etki yaratarak arttırdığını, etkisini ise, mitokondriyal fonksiyon kaybı ve apoptoz gibi farklı moleküler yolaklar üzerinden gösterdiğini belirtmişlerdir. Benzer şekilde çalışmamızda, EF24 ile dosetakselin sıralı bir şekilde uygulanmasının da dosetakselin tek başına uygulamalarına kıyasla, hücre canlılığını anlamlı düzeyde düşürdüğü gözlenmiştir (Şekil 2a-c ve Şekil 4). Hücre canlılığında meydana gelen bu azalma, hücresel metabolik akitivitedeki değişimine dayanan ve proliferasyonun değerlendirilmesinde kullanılan MTT yönteminin yanı sıra, apoptotik/nekrotik hücrelerin geç fazında görülen plazma membran bütünlüğünün bozulması sonucunda besiyerine salınan LDH miktarının ölçülmesi ile de desteklenmiştir 39. Çalışmamızda, kısa süreli yüksek konsantrasyonda dosetaksel uygulamasının belirgin bir sitotoksik etki oluşturmadığı, buna karşın EF24 ile ön muamele edilen dosetakselin sıralı bir şekilde uygulandığı hücrelerde ise hücre canlılığının belirgin bir şekilde azaldığı ve apoptotik hücre ölümünün de 24 saatin sonunda %30 seviyelerine kadar yükseldiği, nekrotik hücre ölümünün ise %10 seviyelerine çıktığı gözlenmiştir.

    Protoonkogen olan cFos ve cMyc gen ürünü proteinler, nüklear transkripsiyon faktörleri olup, hücre büyümesi, çoğalması, farklılaşması ve apoptoz sırasında gen ifadesinin aşamalı düzenlenmesi ile ilişkilidir 50,58,59. Kanser gelişiminde Fos ve Myc proteinlerinin katkısı olduğu bilinmektedir 60. Bazı tümör tiplerinde cFos ve cMyc düzeyinin arttığı gösterilmiş ve bu artışın artan hücre çoğalmasının bir kanıtı olacağı için tümör oluşumunda önemli rol oynadığı ileri sürülmüştür 58,59. Çalışmamızda, MCF-7 meme kanser hücre hattında proliferasyonda etkili olan cMYC ve cFOS genlerinin, tek başına EF24 ve dosetaksel uygulanması sonrası ifade edilme oranlarının azaldığını belirledik. Bununla birlikte, EF24 ve dosetakselin sıralı uygulanmasını takiben cMYC ve cFOS genlerinin mRNA düzeylerinde görülen azalmanın EF24’ün tek başına verildiği gruba kıyasla daha belirgin olduğunu gözledik.

    EF24’ün MCF-7 ve farklı kanser hücre hatlarında cMYC ve cFOS genlerinin mRNA düzeylerine olan etkisi ile ilgili bir çalışmaya literatürde rastlamamakla birlikte, Adams ve ark. 41 tarafından yapılan bir çalışmada meme ve prostat kanser hücrelerine EF24 uygulanması sonucu cMyc ve cFos protein düzeylerindeki değişim ELISA yöntemi ile gösterilmiştir. Bu çalışmada, 10 μM EF24’ü meme (MDA-MB-231) ve prostat (DU-145) kanser hücre hatlarına uygulandığın 41. Bu nedenle, çalışmamızda 10 μM EF24 sabit doz olarak seçilmiştir. Bunun yanı sıra, dosetaksel’in farklı kanser hücreleri üzerinde antiproliferatif etkilerinin olduğu, yapılan birkaç çalışmada gözlenmiştir 61-63. Örneğin, el Khyari ve ark. 61 HT29-D4 kolon kanser hücrelerinde yaptığı çalışmada, dosetaksel uygulaması sonrasında cMYC geninin mRNA düzeylerinde anlamlı bir azalış olduğunu göstermişlerdir . Li ve ark. 62 ise A549 akciğer kanser hücre hattında dosetaksel’in cMYC mRNA düzeyine herhangi bir etkisinin olmadığını belirtmişlerdir. Buna ilaveten SW620 and HCT116 kolon kanser hücre hatları ile yapılan bir başka çalışmada ise dosetaksel’in Ginsenoside Rg3 ile birlikte uygulanmasının cFOS geninin mRNA düzeylerini azalttığı gösterilmiştir 63. Dosetakselin uygulandığı farklı kanser hücrelerinden elde edilen yanıtlardaki bu farklılıklar sadece ajanların uygulama konsantrasyonuna, ya da etki mekanizmasına değil, aynı zamanda kanser hücresinin yapısal ve genetik özelliklerine de bağlıdır 49.

    Dosataksel tedavisi uygulanan meme kanseri hastalarında ve paklitaksel tedavisi uygulanan metastatik meme kanseri hastalarında tedaviye ek olarak kurkumin uygulanması ile ilgili Faz II çalışmaları devam etmektedir. Bu çalışmaların sonuçlarının olumlu olması, kurkumin ve analoglarının kanser tedavisinde kullanılabilmesi açısından umut vaat etmektedir 64,65.

    Genel olarak sonuçlarımız, EF24 ön uygulaması MCF-7 hücrelerinin yüksek konsantrasyonda dosetaksele karşı verdiği cevabın belirgin bir şekilde değişmesine yol açmış ve 24 saatlik sürede konvansiyonel kemoterapi ilacının etkinliği hücre canlılığının azalması ve apoptotik etkinin ortaya çıkarılması yoluyla in vitro koşullarda arttığını göstermiştir. Sonuçlarımızı destekleyecek nitelikte, meme kanseri tedavisinde daha etkili olabilecek yeni moleküllerin bulunması ve bu ajanların etkilediği moleküler yolakların belirlenmesi için in vitro ve in vivo modeller ile yapılacak çalışmalara ihtiyaç vardır.

  • Başa Dön
  • Özet
  • Giriş
  • Materyal ve Metot
  • Bulgular
  • Tartışma
  • Kaynaklar
  • Kaynaklar

    1) Zhao X, Gurumurthy CB, Malhotra G, et al. Breast cancer subtypes: two decades of journey from cell culture to patients. Adv Exp Med Biol 2011; 720: 135-44.

    2) Aziz MY, Abu N, Yeap SK, et al. Combinato-rial Cytotoxic Effects of Damnacanthal and Doxorubicin against Human Breast Cancer MCF-7 Cells in Vitro. Molecules 2016; 21: 1-15.

    3) Xie ZZ, Li MM, Deng PF, et al. Paris saponin-induced autophagy promotes breast cancer cell apoptosis via the Akt/mTOR signaling pathway. Chem Biol Interact 2017; 12: 1-9.

    4) Salih AK, Fentiman IS. Breast cancer preven-tion: present and future. Cancer Threatment Rewievs 2001; 27: 261-73.

    5) Somunoğlu S. Meme kanseri: belirtileri ve erken tanıda kullanılan tarama yöntemleri. Fırat Sağlık Hizmetleri Dergisi 2009; 4: 103-22.

    6) Sasco AJ. Epidemiology of breast cancer: an environmental disease? Epidemiology of breast cancer: an environmental disease? APMIS 2001; 109: 80-92.

    7) Krishan A, Fitz CM, Andritsch I. Drug reten-tion, efflux, and resistance in tumor cells. Cytometry 1997; 29: 279-85.

    8) Baguley BC. Classical and targeted anticancer drugs: an appraisal of mechanisms of multidrug resistance. Methods Mol Biol 2016; 1395: 19-37.

    9) Fruci D, Cho WC, Nobili V, Locatelli F, Alisi A. Drug transporters and multiple drug resistance in pediatric solid tumors. Curr Drug Metab 2016; 17: 308-16.

    10) Wu C, Gong MQ, Liu BY, Zhuo RX, Cheng SX. Codelivery of multiple drug resistance inhibitors by polymer/inorganic hybrid nanoparticles to effectively reverse cancer drug resistance. Colloids Surf B Biointerfaces 2017; 149: 250-9.

    11) Strobl JS, Wonderlin WF, Flynn DC. Mitogenic signal transduction in human breast cancer cells. Gen Pharmacol 1995; 26: 1643-9.

    12) Torry DS, Cooper GM. Proto-oncogenes in development and cancer. Am J Reprod Immunol 1991; 25: 129-32.

    13) Anderson MW, Reynolds SH, You M, Maronpot RM. Role of proto-oncogene activation in carcinogenesis. Environ Health Perspect 1992; 98: 13-24.

    14) Nestal de Moraes G, Delbue D, Silva KL, et al. FOXM1 targets XIAP and Survivin to modulate breast cancer survival and chemoresistance. Cell Signal 2015; 27: 2496-505.

    15) Maeda S, Saimura M, Minami S, et al. Efficacy and safety of eribulin as first- to third-line treatment in patients with advanced or metastatic breast cancer previously treated with anthracyclines and taxanes. Breast 2017; 32: 66-72.

    16) Zhang T, Wang R, Liu Y, Huang J, Yang Z. Efficacy and safety of doublet versus single agent as salvage treatment for metastatic breast cancer pretreated with anthracyclines and taxanes: a systematic review and meta-analysis. Curr Med Res Opin 2016; 32: 1883-9.

    17) Rincón R, Zazo S, Chamizo C, et al. c-Jun N-Terminal Kinase inactivation by Mitogen-Activated Protein Kinase Phosphatase 1 determines resistance to Taxanes and Anthracyclines in breast cancer. Mol Cancer Ther 2016; 15: 2780-90.

    18) De Iuliis F, Salerno G, Giuffrida A, et al. Breast cancer cells respond differently to docetaxel depending on their phenotype and on survivin upregulation. Tumour Biol 2016; 37: 2603-11.

    19) Morse DL, Gray H, Payne CM, Gillies RJ. Docetaxel induces cell death through mitotic catastrophe in human breast cancer cells. Mol Cancer Ther 2005; 4: 1495-504.

    20) Lyseng-Williamson KA, Fenton C. Docetaxel: a review of its use in metastatic breast cancer. Drugs 2005; 65: 2513-31.

    21) Karampeazis A, Vamvakas L, Agelidou A, et al. Docetaxel vs. vinorelbine in elderly patients with advanced nonsmall-cell lung cancer: A Hellenic Oncology Research Group Randomized Phase III Study. Clin Lung Cancer 2011; 12: 155-60.

    22) Yang F, Luo LJ, Zhang L, et al. MiR-346 promotes the biological function of breast cancer cells by targeting SRCIN1 and reduces chemo-sensitivity to docetaxel. Gene 2017; 600: 21-8.

    23) Zhang Y, Wang Y, Wei Y, et al. MiR-129-3p promotes docetaxel resistance of breast cancer cells via CP110 inhibition. Sci Rep 2015; 5: 15424.

    24) Wang X, Xu C, Hua Y, et al. Exosomes play an important role in the process of psoralen reverse multidrug resistance of breast cancer. J Exp Clin Cancer Res 2016; 35: 186.

    25) Hansen SN, Westergaard D, Thomsen MB, et al. Acquisition of docetaxel resistance in breast cancer cells reveals upregulation of ABCB1 expression as a key mediator of resistance accompanied by discrete upregulation of other specific genes and pathways. Tumour Biol 2015; 36: 4327-38.

    26) Zhao P, Ma W, Hu Z, Zang L, Tian Z, Zhang K. Filamin A (FLNA) modulates chemosensitivity to docetaxel in triple-negative breast cancer through the MAPK/ERK pathway. Tumour Biol 2016; 37: 5107-15.

    27) Su S, Ding Y, Li Y, Wu Y, Nie G. Integration of photothermal therapy and synergistic chemotherapy by a porphyrin self-assembled micelle confers chemosensitivity in triple-negative breast cancer. Biomaterials 2016; 80: 169-78.

    28) Singel SM, Cornelius C, Batten K, et al. A targeted RNAi screen of the breast cancer genome identifies KIF14 and TLN1 as genes that modulate docetaxel chemosensitivity in triple-negative breast cancer. Clin Cancer Res 2013; 19: 2061-70.

    29) Selvendiran K, Tong L, Vishwanath S, et al. EF24 induces G2/M arrest and apoptosis in cisplatin-resistant human ovarian cancer cells by increasing PTEN expression. J Biol Chem 2007; 282: 28609–18.

    30) Tan X, Sidell N, Mancini A, et al. Multiple anticancer activities of EF24, a novel curcumin analog, on human ovarian carcinoma cells. Reprod Sci 2010; 17: 931-40.

    31) Zhang D, Wang Y, Dong L, et al. Therapeutic role of EF24 targeting glucose transporter 1-mediated metabolism and metastasis in ovarian cancer cells. Canc Sci 2013; 104: 1690-6.

    32) Subramaniam D, May R, Sureban SM, et al. Diphenyl difluoroketone: a curcumin derivative with potent in vivo anticancer activity. Canc Res 2008; 68: 1962-9.

    33) Yang CH, Yue J, Sims M, Pfeffer LM. The curcumin analog EF24 targets NF-B and miR-NA-21, and has potent anticancer activity in vitro and in vivo. PLoS One 2013; 8: e71130.

    34) Sun A, Lu YJ, Hu H, Shoji M, Liotta DC, Snyder JP. Curcumin analog cytotoxicity against breast cancer cells: exploitation of a redox-dependent mechanism. Bioorg Med Chem Lett 2009; 19: 6627-31.

    35) Yar Saglam AS, Yilmaz A, Onen HI, Alp E, Kayhan H, Ekmekci A. HDAC inhibitors, MS-275 and salermide, potentiates the anticancer effect of EF24 in human pancreatic cancer cells. EXCLI J 2016; 15: 246-55.

    36) Onen HI, Yilmaz A, Alp E, et al. EF24 and RAD001 potentiates the anticancer effect of platinum-based agents in human malignant pleural mesothelioma (MSTO-211H) cells and protects nonmalignant mesothelial (MET-5A) cells. Hum Exp Toxicol 2015; 34: 117-26.

    37) Thomas SL, Zhao J, Li Z, et al. Activation of the p38 pathway by a novel monoketone curcumin analog, EF24, suggests a potential combi-nation strategy. Biochem Pharmacol 2010; 80: 1309-16.

    38) van Meerloo J, Kaspers GJ, Cloos J. Cell sensitivity assays: the MTT assay. Methods Mol Biol 2011; 731: 237-45.

    39) Smith SM, Wunder MB, Norris DA, Shellman YG. A simple protocol for using a LDH-based cytotoxicity assay to assess the effects of death and growth inhibition at the same time. PLoS One 2011; 6: e26908.

    40) Pfaffl MW, Horgan GW, Dempfle L. Relative expression software tool (REST) for group-wise comparison and statistical analysis of relative expression results in real-time PCR. Nucleic Acids Res 2002; 30: e36.

    41) Adams B, Herold M, Ferstl E, et al. Anticancer effects of monocarbonyl analogs of curcumin: oxidative stress, nuclear translocation and modulation of AP-1 and NF-κB. Int J Cancer Ther Oncol 2015; 3: 1-15.

    42) Yang SJ, Lee SA, Park MG, et al. Induction of apoptosis by diphenyldifluoroketone in osteogenic sarcoma cells is associated with activation of caspases. Oncol Rep 2014; 31: 2286-92.

    43) Lee CC, Houghton P. Cytotoxicity of plants from Malaysia and Thailand used traditionally to treat cancer. J Ethnopharmacol 2005; 100: 237-43.

    44) Nathwani SM, Butler S, Fayne D, et al. Novel microtubule-targeting agents, pyrrolo-1,5-benzoxazepines, induce apoptosis in multi-drug-resistant cancer cells. Cancer Chemother Phar-macol 2010; 66: 585-96.

    45) Vuorelaa P, Leinonenb M, Saikkuc P, et al. Natural products in the process of finding new drug candidates. Curr Med Chem 2004; 11: 1375-89.

    46) Fury MG, Pfister DG. Current recommendations for systemic therapy of recurrent and/or metas-tatic head and neck squamous cell cancer. J Natl Compr Canc Netw 2011; 9: 681-9.

    47) Fabbri F, Amadori D, Carloni S, et al. Mitotic catastrophe and apoptosis induced by docetaxel in hormone-refractory prostate cancer cells. J Cell Physiol 2008; 217: 494-501.

    48) Grimer R, Judson I, Peake D, Seddon B. Guide-lines for the management of soft tissue sarcomas. Sarcoma 2010; 2010: 5061-82.

    49) Morse DL, Gray H, Payne CM, Gillies RJ. Do-cetaxel induces cell death through mitotic catastrophe in human breast cancer cells. Mol Cancer Ther 2005; 4: 1495-504.

    50) Yeung TK, Germond C, Chen X, Wang Z. The mode of action of taxol: apoptosis at low concentration and necrosis at high concentration. Biochem Biophys Res Commun 1999; 263: 398-404.

    51) Wang H, Vo T, Hajar A, et al. Multiple mechanisms underlying acquired resistance to taxanes in selected docetaxel-resistant MCF-7 breast cancer cells. BMC Cancer 2014; 22: 14-37.

    52) Hernández-Vargas H, Palacios J, Moreno-Bueno G. Molecular profiling of docetaxel cytotoxicity in breast cancer cells: uncoupling of aberrant mitosis and apoptosis. Oncogene 2007; 26: 2902-13.

    53) Trebunova M, Laputkova G, Slaba E, Lacjakova K, Verebova A. Effects of docetaxel, doxorubicin and cyclophosphamide on human breast cancer cell line MCF-7. Anticancer Res 2012; 32: 2849-54.

    54) Chen W, Zou P, Zhao Z, et al. Synergistic anti-tumor activity of rapamycin and EF24 via incre-asing ROS for the treatment of gastric cancer. Redox Biol 2016; 10: 78-89.

    55) Liang Y, Yin D, Hou L, et al. Diphenyl difluo-roketone: a potent chemotherapy candidate for human hepatocellular carcinoma. PLoS One 2011; 6: e23908.

    56) Adams BK, Cai J, Armstrong J, et al. EF24, a novel synthetic curcumin analog, induces apoptosis in cancer cells via a redox-dependent mechanism. Anticancer Drugs 2005; 16: 263-75.

    57) Chen X, Dai X, Zou P, et al. Curcuminoid EF24 enhances the anti-tumour activity of Akt inhibi-tor MK-2206 through ROS-mediated endoplas-mic reticulum stress and mitochondrial dysfunction in gastric cancer. Br J Pharmacol 2017 Mar 3 [Epub ahead of print].

    58) Jochum W, Passegué E, Wagner EF. AP-1 in mouse development and tumorigenesis. Oncogene 2001; 20: 2401-12.

    59) Shaulian E, Karin M. AP-1 in cell proliferation and survival. Oncogene 2001; 20: 2390-400.

    60) De Sousa SO, Mesquita RA, Pinto DS Jr, Gut-kind S. Immunolocalization of c-Fos and c-Jun in human oral mucosa and in oral squamous cell carcinoma. J Oral Pathol Med 2002; 31: 78-81.

    61) el Khyari S, Bourgarel V, Barra Y, Braguer D, Briand C. Pretreatment by tubulin agents decre-ases C-MYC induction in human colon carcinoma cell line HT29-D4. Biochem Biophys Res Commun 1997; 231: 751-4.

    62) Li Y, Shi T, Zhao W. The mechanism of do-cetaxel-induced apoptosis in human lung cancer cells. Zhonghua Zhong Liu Za Zhi 2000; 22: 208-11.

    63) Kim SM, Lee SY, Yuk DY, et al. Inhibition of NF-kappaB by ginsenoside Rg3 enhances the susceptibility of colon cancer cells to docetaxel. Arch Pharm Res 2009; 32: 755-65.

    64) “Docetaxel With or Without a Phytochemical in Treating Patients With Breast Cancer”. https://clinicaltrials.gov/ct2/show/NCT00852332/ 18.04.2017.

    65) “Curcumin" in Combination With Chemotherapy in Advanced Breast Cancer”. https://clinicaltrials.gov/ct2/show/NCT03072992/ 18.04.2017.

  • Başa Dön
  • Özet
  • Giriş
  • Materyal ve Metot
  • Bulgular
  • Tartışma
  • Kaynaklar
  • [ Başa Dön ] [ Özet ] [ PDF ] [ Benzer Makaleler ] [ Yazara E-Posta ] [ Editöre E-Posta ]
    [ Ana Sayfa | Editörler | Danışma Kurulu | Dergi Hakkında | İçindekiler | Arşiv | Yayın Arama | Yazarlara Bilgi | E-Posta ]